如何选择一个合适的载网来准备您的冷冻电镜样品

 

 
 

VitroJet 应用笔记

大风天气需注意什么?
 
 

大风天气时注意不要在广告牌和大树下逗留。

 

遇到大风天气时走路、骑车时少走高层楼梯之间的狭长通道。

 

遇到大风天气时外出注意携带口罩,以免沙尘对眼睛和呼吸道系统造成损伤。

 

 

如何选择一个合适的载网来准备您的冷冻电镜样品      

 
在冷冻电镜(Cryo-EM)制备样品时,载网是不可或缺的一部分。在制备样品过程中,载网提供了具备一定机械稳定性的多孔薄膜,需要电镜观察的样品可在孔内形成一个薄层。本文将介绍如何选择合适的载网来制备高质量的生物样品和图像。

 

 

 

01

 
 

选择预卡环载网

 

 

过去的冷冻电镜载网上通常是一层具有蕾丝样孔的薄膜,穿孔排列不规则。

然而,随着技术的发展,现如今可以使用几何图案化的多孔薄膜,可以简化数据收集工作(1)

制样完成后,载网将被夹持在一个更加坚固的C-ring中形成Autogrid,再送入电镜中收集数据。

目前VitroJet创新的使用预卡环载网来优化冷冻电镜的制样过程,即先卡环,用Autogrid制样,这样可以增加制样的灵活性与安全性,避免载网在制样及转移过程中的损坏。

 

载网的图像中有网格与多孔薄膜

多孔薄膜中的规则与图案

Autogrid

▲图1

 

 

 

02

 
 

选择合适的载网材料

 

 

最常用的载网是铜/金网+非晶状态的碳膜非晶态碳膜方便现有的冷冻电镜合轴操作,成像时也可清晰地显示碳膜和孔洞内的样品层,但是碳膜会对样品颗粒造成一定的吸附性,进孔率不高,而且碳膜导电性不好,成像质量低。

 

金载网+晶态金膜也是载网中常用的,全金材料可以提高电导率,降低电子束带来的冰层变形(图2),但是晶态的金膜会给冷冻电镜常规的合轴操作带来不便。

 

铜/金网+非晶镍钛合金膜近年来被很多客户选择,非晶镍钛合金膜既方便电镜合轴操作又具备金属膜良好的导电性,同时不会吸附样品颗粒,具有良好的进孔率。

 

此外,还可以选择在载网上额外覆盖一层连续薄膜,比如连续超薄碳膜、石墨烯薄膜、氧化石墨烯薄膜等。

这样做可以让颗粒吸附在薄膜上从而避免接触气液界面,但这种做法可能会导致较严重的取向优势。

    (a): 铜网+碳膜的Autogrid                       (b): 金网+金膜的Autogrid

(a): 铜网+碳膜的Autogrid

 

(b): 金网+金膜的Autogrid

图2

 

 

 

03

 
 

选择合适的载网规格

 

 

除了载网的材料,载网的规格也至关重要,一般来说,选择300目或400目的载网,它们具有更高的稳定性和足够的成像区域。也有些用户会选择200目,相较于300和400目的载网,它的Bar相对稀疏,这样成像区域会更大,但对载网上薄膜的支撑性会差一些。

 

 

  

(a): Vitrojet制样时拍摄的300目的金网金膜

 

(b): Vitrojet制样时拍摄的200目的铜网碳膜

图3. 相同的放大倍数和观测区域

 

 

04

 
 

制样时实时监测样品涂抹区域

 

 

根据样品类型和成像方案选择合适的载网,VitroJet配备高速高清摄像机,可以清晰的拍摄支持膜和涂抹在上面的样品,这样可以在制样时明确样品制备的冰层厚度和涂抹有样品的区域,因此可以提高用户的制样效率。

 

 

  

            

▲图4

上图左侧是VitroJet实时反馈的样品层厚度照片

 

 

 

新载网/样品载体的开发

 

随着技术的发展,新的样品载体被研发出来,用来克服样品制备的问题,以下提到几种开发新载网的思路:

01
样品载体可以控制样品层厚度
 

例如纳米线自吸附载(3)

基于MEMS(微电子机械系统)的纳米流控芯片等方(4)

载体本身就可以控制样品层的厚度。

02
从影响粒子扩散的角度
 

添加可以黏附颗粒的超薄连续薄膜,会影响颗粒的进孔数量、

分布、取向优势和气液界面(5)

而且功能化的连续薄膜会有些对颗粒的特异性吸附(6)

比如his-tag、生物物理研究所新研发的HFMI膜等。

03
较小的载网支持膜孔直径
 

较小的载网支持膜孔直径可以降低成像时电子束的冰层变形,可以提高成像质量。

 

VitroJet支持多种载网,

您可以根据样品的需要灵活选择。

 

 

 

 

 
References
 
[1] E. Ermantraut, K. Wohlfart and W. Tichelaar, “Perforated support foils with pre-defined hole size, shape and arrangement,” Ultramicroscopy, vol. 74, pp. 75-81, 1998.
[2] C. J. Russo and L. A. Passmore, “Ultrastable gold substrates for electron cryomicroscopy,” Science, vol. 346, pp. 1377-1380, 2014.
[3] H. Wei, V. Dandey, Z. Zhang, A. Raczkowski, B. Carragher and C. S. Potter, “Self-Blotting Nanowire Grids for Cryo-EM Sample Preparation,” Microscopy  and Microanalysis, vol. 23, pp. 848-849, 2017.
[4] S. T. Huber, E. Sarajlic, R. Huijink, F. Weis, W. H. Evers and A. J. Jakobi, “Nanofluidic chips for cryo-EM structure determination from picoliter sample volumes,” eLife, vol. 11, 2022.
[5] G. G. Sgro and T. R. D. Costa, “Cryo-EM Grid Preparation of Membrane Protein Samples for Single Particle Analysis”, frontiers in molecular biosciences, vol. 5, 2018.
[6] M. C. Llaguno, H. Xu, L. Shi, N. Huang, H. Zhang, Q. Liu and Q.-X. Jiang, “Chemically functionalized carbon films for single molecule imaging,” Journal of Structural Biology, vol. 185, pp. 405-417, 2014.
[7] K. Naydenova, P. Jia and C. J. Russo, “Cryo-EM with sub–1 Å specimen movement,” Science, vol. 370, pp. 223-226, 2020.

 

 

 

END
 

 


 

 

 

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